Влияние клеток кумулюса и продолжительности культивирования на ядерное созревание ооцитов половозрелых и неполовозрелых особей Sus scrofa domesticus

Цель: Оценка способности ооцитов свиней к ядерному созреванию в зависимости от морфологии окружающих их клеток кумулюса, продолжительности созревания in vitro (IVM) и физиологического статуса животных-доноров ооцит-кумулюсных комплексов (ОКК).

Материалы и методы. Полученные из яичников циклирующих (половозрелых) и нециклирующих (неполовозрелых) свинок ОКК распределяли по категориям в зависимости от количества слоев окружающих ооцит клеток кумулюса (КК): ОКК I - более 4, ОКК II – 3-4, ОКК III – 1-2 и ОКК с клетками гранулезы (ГОКК). Ооциты в составе ОКК созревали в течение первых 22 часов культивирования в среде ТС-199 с 25 мМ HEPES, 3,05 мМ D-глюкозы, 0,91 мМ пирувата натрия, 0,57 мМ цистеина, 0,4 % БСА, 10 % фолликулярной жидкости, 0,5 мкг/мл ФСГ, 0,5 мкг/мл ЛГ и 50 мкг/мл гентамицина сульфата и далее в среде того же состава, но без гормонов. Через 40, 42, 44, 46 и 48 часов культивирования оценивали созревание ооцитов всех категорий и возрастных групп по признаку выделения ими первого полярного тельца.

Результаты. Показано, что для обеспечения высокого уровня ядерного созревания ооцитам половозрелых свиней требуется не менее 42 часов культивирования in vitro. При этом продолжительность созревания ооцитов неполовозрелых свиней составляет от 44 до 48 часов. Ооциты, окруженные 1-2 слоями КК, в случае культивирования менее 48 часов, уступают по ядерному созреванию ооцитам с более многослойным кумулюсом. Наличие клеток гранулезы (КГ) в составе ОКК замедляет прогрессию ядерного созревания при культивировании менее 42 часов у неполовозрелых и 44 часов у половозрелых свинок. Ооциты циклирующих свинок достигают пика созревания раньше, чем нециклирующих, но при этом не уступают им по эффективности ядерного созревания и могут быть использованы во вспомогательных репродуктивных технологиях (ВРТ).

Заключение. При выборе продолжительности культивирования ооцитов свиней с целью их созревания in vitro следует учитывать, как морфологию окружающих клеток кумулюса, так и физиологический статус ОКК.

1. Leal G. R. The Simulated Physiological Oocyte Maturation (SPOM) system in domestic animals: A systematic review / G. R. Leal, C. A. S. Monteiro, L. R. Carvalheira, J. M. G. Souza-Fabjan // Theriogenology. — 2022. — Vol. 188. — P. 90-99. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2022.05.023.

2. Dang-Nguen T. Q. In vitro productionof porcine embryos: current status, future perspectives and alternatives applications / T. Q. Dang-Nguen, T. Somfai, S. Haraguchi, K. Kikuchi, A. Tajima, Y. Kanai, T. Nagai // Anim. Sci. J. — 2011. — Vol. 82(3). — P. 374-382. DOI: 10.1111/j.1740-0929.2011.00883.x.

3. Lee J. In vitro oocyte maturation in a medium containing reduced sodium chloride improves the developmental competence of pig oocytes after parthenogenesis and somatic cell nuclear transfer / J. Lee, H. Lee, Y. Lee, B. Park, F. Elahi, S. T. Lee, C. K. Park, S. H. Hyun, E. Lee // Reprod. Fertil. Dev. — 2017. — Vol. 29(8). — P. 1625-1634. DOI: 10.1071/RD15488.

4. Pincus G. The comparative behavior of mammalian eggs in vivo and in vitro: I. The activation of ovarian eggs / G. Pincus, E. V. Enzmann // J. Exp. Med. — 1935. — Vol. 62(5). — P. 665-675. DOI:10.1084/jem.62.5.665.

5. Marques M. G. Effect of culture media on porcine embryos produced by in vitro fertilization or parthenogenetic activation after oocyte vitro maturation with cycloheximide / M. G. Marques, A. B. Nascimento, R. P. da Costa Gerger, J. S. de Arruda Gonçalves, A. R. de Sousa Coutinho, R. Simões, M. E. Ortiz D’Avila Assumpçao, J. A. Visintin // Zygote. — 2011. — Vol. 19(4). — P. 331-337. DOI:: 10.1017/S0967199410000614.

6. Somfai T. Relationship between the morphological changes of somatic compartment and the kinetics of nuclear and cytoplasmic maturation of oocytes during in vitro maturation of porcine follicular oocytes / T. Somfai, K. Kikuchi, A. Onishi, M. Iwamoto, D-I Fuchimoto, A. B. Papp, E. Sato, T. Nagai // Mol. Reprod. Dev. — 2004. — Vol. 68(4). — P. 484-491. DOI: 10.1002/mrd.20103.

7. Iwamoto M. Low oxygen tension during in vitro maturation of porcine follicular oocytes improves parthenogenetic activation and subsequent development to the blastocyst stage / M. Iwamoto, A. Onishi, D. Fuchimoto, T. Somfai, K. Takeda, T. Tagami, H. Hanada, J. Noguchi, H. Kaneko, T. Nagai, T. Kikuchi // Theriogenology. — 2005. — Vol. 63. — P. 1277-1289. doi: 10.1016/j.theriogenology.2004.05.024.

8. Hua Z. D. Effect of cumulus-oocyte complexes (COCs) culture duration on in vitro maturation and parthenogenetic development of pig oocyte / Z. D. Hua, X. M. Zheng, Q. X. Wei, H. Q. Xu, Y. G. Wang, X. M. Liu, L. Li, H. W. Xiao, X. F. Qiao // Afr. J. Biotechnol. — 2011. — Vol. 10(5). — P. 867-873. DOI: 10.5897/AJB10.1613.

9. Pawlak P. No single way to explain cytoplasmic maturation of oocytes from prepubertal and cyclic gilts / P. Pawlak, A. Cieslak, E. Warcych, Z, Zejden, M. Szumacher-Strabel, M. Molinska-Glura, D. Lechniak // Theryogenology. — 2012. — Vol. 78(9). — P. 2020-2030. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2012.07.023.

10. Landim Alvarenga F. C. Control of oocyte maturation / F. C. Landim Alvarenga, R. R. D. Maziero // Anim. Reprod. — 2014. — Vol. 11(3). — P. 150-158. http://hdl.handle.net/11449/117702.

11. Song K. Modification of maturation condition improves oocyte maturation and in vitro development of somatic cell nuclear transfer pig embryos / K. Song, E. Lee // J. Vet. Sci. — 2007. — Vol. 8(1). —-P. 81-87. DOI:10.4142/jvs.2007.8.1.81.

12. Miao Y. L. Oocyte aging: cellular and molecular changes, developmental potential and reversal possibility / Y. L, Miao, K. Kikuchi, Q. Y. Sun, H. Shatten // Hum. Reprod. Update. — 2009. — Vol. 15(5). — P. 573-575. DOI: 10.1093/humupd/dmp014.

13. Wang Y. N-acetyl-L-cysteine (NAC) delays post-ovulatory oocyte aging in mouse / Y. Wang, L. Li, L.H. Fan, Y. Jing, J. Li, Y.C. Ouyang, Z.B. Wang, Y. Hou, Q.Y. Sun // Aging (Albany NY). — 2019. — Vol. 11(7). — P. 2020-2030. DOI:10.18632/aging.101898.

14. Di Nisio V. In vivo and in vitro postovulatory aging: when time works against oocyte quality? / V. Di Nisio, S. Antonouli, P. Damdimopoulou, A. Salumets, S. Cecconi, on behalf of Sierr // J. Assist. Reprod. Genet. — 2022. — Vol. 39(4). — P. 905-918. DOI: 10.1007/s10815-022-02418-y.

15. Ozturk S. Selection of competent oocytes by morphological criteria for assisted reproductive technologies / S. Ozturk // Mol. Reprod. Dev. — 2020. — Vol. 87(10). — P. 1021-1036. DOI: 10.1002/mrd.23420.

16. Coticchio G. Oocyte maturation: gamete-somatic cells interactions, meiotic resumption, cytoskeletal dynamics and cytoplasmic reorganization / G. Coticchio, M. Dal Canto, M. M. Renzini, M. C. Guglielmo, F. Brambillasca, D. Turchi, P. V. Novara., R. Fadini // Hum. Reprod. Update. — 2015. — Vol. 21(4). — P. 427-454. DOI: 10.1093/humupd/dmv011.

17. Alam Md. H. Interaction between growing oocytes and granulosa cells in vitro / Md. H. Alam, T. Miyano // Reprod. Med. Biol. — 2020. — Vol. 19(1). — P.13-23. DOI: 10.1002/rmb2.12292.

18. Straczynska P. Signaling mechanisms and their regulation during in vivo or in vitro maturation of mammalian oocytes / P. Straczynska, K. Papis, E. Morawiec, M. Czerwinski, Z. Gajewski, A. Olejek, A. Bednarska-Czerwinska // Reprod. Biol. Endocrinol. . — 2022. — Vol. 20(1). — P. 37. DOI: 10.1186/s12958-022-00906-5.

19. Turathum B. The function of cumulus cells in oocyte growth and maturation and in subsequent ovulation and fertilization / B. Turathum, E.M. Gao, R.C. Chian // Cells. — 2021. — Vol. 10(9). — P.2292. DOI: 10.3390/cells10092292.

20. Lolicato F. The cumulus cell layer protects the bovine maturing oocyte against fatty acid-induced lipotoxicity / F. Lolicato, J. F. Brouwers, C. H. A. de Lest, R. Wubbolts, H. Aardema, P. Priore, B. A. J. Roelen, J. B. Helms, B. M. Gadella // Biol. Reprod. — 2015. — Vol. 92(1). — P. 1–16. DOI: 10.1095/biolreprod.114.120634.

21. Abedeera L. R. In vitro production of embryos in swine / L. R. Abedeera // Theryogenology. — 2002. — Vol. 57(1). — P. 256–273. DOI: 10.1016/s0093-691x(01)00670-7.

22. Lin T. Coculture with good-quality COCs enhances the maturation and development rates of poor-quality COCs / T. Lin, R. K Oqani., J. E. Lee, H. Y. Shin, D. I. Jin // Theriogenology. — 2016. — Vol. 85(3). — P. 396-407. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2015.09.001.

23. Blondin P. Oocyte and follicular morphology as determining characteristics for developmental competence in bovine oocytes / P. Blondin, M. A. Sirard // Mol. Reprod. Dev. — 1995. — Vol. 41(1). — P. 54-62. DOI: 10.1002/mrd.1080410109.

24. De Loos A. M. Follicular wall maintains meiotic arrest in bovine oocytes cultured in vitro / A. M. De Loos, E. Zeinstra, M. M. Bevers // Mol. Reprod. Dev. — 1994. — Vol. 39(2). — P. 162-165. DOI: 10.1002/mrd.1080390207.

25. Damiani P. Evaluation of developmental competence, nuclear and ooplasmic maturation of calf oocytes / P. Damiani, R. A. Fissore, J. B. Cibelli, C. R. Long, J. J. Balise, J. M. Robl, R. T. Duby // Mol. Reprod. Dev. — 1996. — Vol. 45. — P. 521-534. DOI: 10.1002/(SICI)1098-2795(199612)45:4<521::AID-MRD15>3.0.CO;2-Z.

26. Ledda S. Cell coupling and maturation promoting factor activity in in vitro matured prepubertal and adult sheep oocytes / S. Ledda, L. Bogliolo, G. Leoni, S. Naitani // Biol. Reprod. — 2001. — Vol. 65. — P. 247-252. DOI: 10.1095/biolreprod65.1.247.

27. Salamone D. F. Biochemical and developmental evidence that ooplasmic maturation of prepubertal bovine oocytes is compromised / D. F. Salamone, P. Damiani, R. A. J. Fissore, M. Robl, R. T. Duby // Biol. Reprod. — 2001. — Vol. 64. — P. 1761-1768. DOI: 10.1095/biolreprod64.6.1761.

28. Wang Z. К. Maturation and fertilization of porcine oocytes in vitro / Z. К. Wang, P. H. Wei, J. Z. Wang, C. Lei, M. Q. Cou // Theryogenology. — 1992. — Vol. 37(3). — P. 733-739. DOI: 10.1016/0093-691x(92)90152-h.

29. Ikeda K., Takahashi Y. Effects of maturational age of porcine oocytes on the induction of activation and development in vitro following somatic cell nuclear transfer / K. Ikeda, Y. Takahashi // J. Vet. Med. Sci. — 2001. — Vol. 63. — P. 1003-1008. DOI: 10.1292/jvms.63.1003.

30. Wongsrikeao P. Effect of the removal of cumulus cells on the nuclear maturation, fertilization and development of porcine oocytes / P. Wongsrikeao, Y. Kaneshige, R. Ooki, M. Taniguchi, B. Agung, M. Nii, T. Otoi // Reprod. Domest. Anim. — 2005. — Vol. 40(2). — P. 166-170. DOI: 10.1111/j.1439-0531.2005.00576.x. doi: 10.1111/j.1439-0531.2005.00576.x.

31. Lu J. H. Damaging effect of cumulus denudation on rabbit oocytes / J. H. Lu, J. Z. Wang, H. L. Wang, Y., H. S. Sui, Y. Liu, J. J. Li, B. Liang, J. H. Tan // Fertil. Steril. — 2010. — Vol. 93(5). — P. 1567-1573. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2009.05.066.

32. Silvestri S. Identification of optimal assisted aspiration conditions of oocytes for use in porcine in vitro maturation: A re-evaluation of the relationship between the cumulus oocyte complex and oocyte quality / S. Silvestri, C.C.,Rathje, S.C. Harvey, R. L. Gould, G. A.Walling, P. J. I. Ellis, K .E. Harvey, D. K. Griffin // Vet Med Sci. — 2021. — Vol. 7. — P. 465-473. Vol. 7: 465–473. DOI: 10.1002/vms3.378.

33. Kawamura К. Preovulatory LH/hCG surge decreases C-type natriuretic peptide secretion by ovarian granulosa cells to promote meiotic resumption of pre-ovulatory oocytes / К. Kawamura, Y. Cheng, N. Kawamura, S. Takae, A. Okada, Y. Kawagoe, S. Mulders, Y. Terada, A. J. W. Hsueh // Hum. Reprod. — 2011. — Vol. 26(11). — P. 3094-3101. DOI: 10.1093/humrep/der282.

34. Pan. B. The art of oocyte meiotic arrest regulation / B. Pan, J. Li // Reprod. Biol. Endocrinol. — 2019. — Vol. 8. — P. 17. DOI: 10.1186/s12958-018-0445-8.

35. Ikeda K., Takahashi Y. Comparison of maturational and developmental parameters of oocytes recovered from prepubertal and adult pigs / K. Ikeda, Y. Takahashi // Reprod. Fertil. Dev. — 2003. — Vol. 15. — P. 215–221. doi: 10.1071/rd02077.

36. Bagg M. A. Effect of dibutyril cAMP on the cAMP content, meiotic progression, and developmental potential of in vitro matured pre-pubertal and adult pig oocytes / M. A. Bagg, M. B. Nottle, C. G. Grupen, D. T. Armstrong // Mol. Reprod. Dev. — 2006. — Vol. 73. — P. 1326-1332. DOI: 10.1002/mrd.20555.

37. Pors S. E. Oocyte diameter predicts the maturation rate of human immature oocytes collected ex vivo / S.E. Pors, D. Nikiforov, J. Cadenas, Z. Ghezelayagh, Y. Wakimoto, L.A.Z. Jara, J. Cheng, M. Dueholm, K.T. Macklon, E.M. Flachs, L.S. Mamsen, S.G. Kristensen, C.Y. Andersen // J. Assist. Reprod. Genet. — 2022. — Vol. 39. — P. 2209-2214. DOI: 10.1007/s10815-022-02602-0.