Проблемы криоконсервации мужских гамет Gallus gallus domesticus – роль мембранных липидов (обзор)

Обзор дает представление о степени изученности молекулярного состава плазматических мембран сперматозоидов петухов и его роли в сохранении морфо-функциональной целостности клеток в условиях низкотемпературного стресса.  Использование метода криоконсервации семени сельскохозяйственных птиц до сих пор лежит в области научных разработок, так как уровень оплодотворяющей способности заморожено-оттаянного семени не достаточно высок для использования для применения в промышленном секторе птицеводства. При решении задач по повышению качества оттаянного семени сельскохозяйственных птиц необходимо опираться не только на эффективность криозащитных сред, но и определить наиболее «уязвимые места» в строении аппарата сперматозоидов связанные с возникновением криоповреждений клеток в процессе замораживания. Сперматозоиды, как петухов, так и других видов животных окружены уникальной плазматической мембраной, включающей в себя высокое содержание полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), стеролы, ряд фосфолипидов, гликолипиды, которые играют важную функциональную роль во взаимодействиях сперматозоидов и ооцитов, и влияют на их способность к оплодотворению. Изучение липидного состава плазматической мембраны клетки и его динамического состояния необходимо для выявления ключевых факторов криоустойчивости клетки; проявление их количественных и качественных изменений, могут указывать на возможную деградацию, происходящую внутри клеток в условиях низкотемпературного стресса. В настоящем обзоре представлены результаты исследований, доказывающие исключительную роль липидного состава мембран сперматозоидов в механизмах криоустойчивости клеток и сохранения их морфофункциональной полноценности в условиях термического стресса.

1. FAO. 2015. The second report on the state of the world’s animal genetic resources for food and agriculture. http://www.fao.org/3/ai4787e/index.htmL.]

2. Iaffaldano N. Italian semen cryobank of autochthonous chicken and turkey breeds: a tool for preserving genetic biodiversity / M. Di Iorio, G. Rusco et al. // Italian Journal Animal Science. – 2021. – Vol. 20(1). – P. 2022-2033.

3. Thelie A. Chicken semen cryopreservation and use for the restoration of rare genetic resources / A. Thelie, A. Bailliard et al. // Poultry Science. – 2019. – Vol. 98(1). – P. 447-455.

4. Partyka A. Advances in storage of poultry semen / A. Partyka, W. Niżański // Animal Reproduction Science. – 2022. – Vol. 246. – P. 106921.

5. Janosikova M. New approaches for long-term conservation of rooster spermatozoa / M. Janosikova, K. Petricakova, M. Ptacek, F.G. Savvulidi, J. Rychtarova, J. Fulka // Poultry Science. – 2023. – Vol. 102(2). – P. 102386.

6. Fulton J. E. Avian genetic stock preservation: An industry perspective / J. E. Fulton // Poultry Science. – 2006. – Vol. 85. – P. 227-231.

7. Zong Y. Chicken Sperm Cryopreservation: Review of Techniques, Freezing Damage, and Freezability Mechanisms / Y. Zong, Y. Li, Y. Sun, G.M.K. Mehaisen, T. Ma, J. Chen, // Agriculture. – 2023. – Vol. 13. – P. 445.

8. Esmaeili V. Dietary fatty acids affect semen quality: a review. / V. Esmaeili, A.H. Shahverdi, M.H. Moghadasian, A.R. Alizadeh // Andrology. – 2015. – Vol. 3(3). – P. 450-461.

9. Ingólfsson H. I. Lipid organization of the plasma membrane / H. I. Ingólfsson, M. N. Melo et al. //J Am Chem Soc. – 2014. – Vol. 136(41). –14554-9. DOI: 10.1021/ja507832e.

10. Mandal R. Role of membrane lipid fatty acids in sperm cryopreservation / R. Mandal, D. Badyakar, J. Chakrabarty //Advances in Andrology. – 2014. – Vol. 2014.

11. Xu B. Evaluation of lipidomic change in goat sperm after cryopreservation / B. Xu, R. Wang et al. // Front Vet Sci. – 2022. – Vol. 20(9). – P. 1004683. DOI: 10.3389/fvets.2022.1004683.

12. Evans H. C. Lipidomic markers of sperm cryotolerance in cattle / H. C. Evans, T. T. N. Dinh et al. // Science Repport. – 2020. – Vol. 10(1). – P. 20192. DOI: 10.1038/s41598-020-77089-9.

13. Le Guillou J. Organization of lipids in the artificial outer membrane of bull spermatozoa reconstructed at the air-water interface / J. Le Guillou, M. H. Ropers et al. // Colloids Surf B Biointerfaces. – 2013. – Vol. 108. – P. 246-54. DOI: 10.1016/j.colsurfb.2013.02.040.

14. Cerolini S. Changes in sperm quality and lipid composition during cryopreservation of boar semen / S. Cerolini, A. Maldjian, F. Pizzi, T. M. Gliozzi // Reproduction. – 2001. – Vol. 121(3). – P. 395-401.

15. Maldjian A. Changes in sperm quality and lipid composition during cryopreservation of boar semen / A. Maldjian, F. Pizzi et al. // Theriogenology. – 2005. – Vol. 63(2). – P. 411-421.

16. Alvarez J. G. Thin Layer Chromatography of Phospholipid Composition in Mouse and Rabbit Spermatozoa / J. G. Alvarez, I. Lopez et al. // Journal of Liquid Chromatography. – 1987. – № 10:16. – P. 3557-3573.

17. Li Z. The ratio of phosphatidylcholine to phosphatidylethanolamine influences membrane integrity and steatohepatitis / Z. Li, L. B. Agellon et al. // Cell Metab. – 2006. – Vol. 3(5). – P. 321-31.

18. Scott T. W. Lipid metabolism of spermatozoa / T.W. Scott // Journal of reproduction and fertility. Supplement. – 1973. – Vol. 18. – P. 65-76.

19. Tingari M. D. Ultrastructural studies on the uterovaginal sperm-host glands of the domestic hen, Gallus domesticus / M. D. Tingari, P. E. Lake // Reproduction. – 1973. – Vol. 34. – №. 3. – P. 423-431.

20. Howarth Jr. B. The phospholipid content of ejaculated fowl and turkey spermatozoa / B. Jr. Howarth, D. Torregrossa, W.D. Britton // Poultry Science. – 1977. – Vol. 56. – №. 4. – P. 1265-1268.

21. Howarth Jr B. The phospholipid profile of cock spermatozoa before and after in vitro incubation for twenty-four hours at 41ºC / B. Jr. Howarth // Poultry Science. – 1981. – Vol. 60. – №. 7. – P. 1516-1519.

22. Parks J. E. Lipid composition and thermotropic phase behavior of boar, bull, stallion, and rooster sperm membranes / J. E. Parks, D.V. Lynch // Cryobiology. – 1992. – Vol. 29. – №. 2. – P. 255-266.

23. Stanishevskaya O. Trehalose as a Stabilizer of the Lipid Composition of Membranes and the Composition of the Cytosol of Frozen / Thawed Rooster Spermatozoa / O. I. Stanishevskaya, Y. Silyukova, V. M. Tereshina, E. Ianutsevich, N. Pleshanov, A. Kurochkin, E. Fedorova // Agriculture. – 2023. – Vol. 13. – P. 1387.

24. Vireque A. A. Effects of n-6 and n-3 polyunsaturated acid-rich soybean phosphatidylcholine on membrane lipid profile and cryotolerance of human sperm / A.A. Vireque, A. Tata et al. // Fertility and sterility. – 2016. – Vol. 106. – №. 2. – P. 273-283.

25. Partyka A. et al. Detection of lipid peroxidation in frozen-thawed avian spermatozoa using C11-BODIPY581/591 // Theriogenology. – 2011. – Vol. 75. – №. 9. – P. 1623-1629.

26. Sola-Penna M. Stabilization against Thermal Inactivation Promoted by Sugars on Enzyme Structure and Function: Why Is Trehalose More Effective Than Other Sugars / M. Sola-Penna, J.R. Meyer-Fernandes //Archives of biochemistry and biophysics. – 1998. – Vol. 360. – №. 1. – P. 10-14.

27. Longobardi V. Cholesterol-loaded cyclodextrins prevent cryocapacitation damages in buffalo (Bubalus bubalis) cryopreserved sperm / V. Longobardi, G. Albero, et al. // Theriogenology. – 2017. – Vol. 89. – P. 359-364.

28. Gholami D. Beneficial effects of trehalose and gentiobiose on human sperm cryopreservation. / D. Gholami, M. Sharafi et al. // Plos one. – 2023. – Vol. 18. – №. 4. – P. e0271210.

29. Miyazaki M. Characterisation of the carboxylesterase enzyme cauxin in the seminal fluid of the cat / M. Miyazaki, T. Miyazaki, M. Toyonaga, T. Tsutsui, H. Taira, T. Yamashita, A. Suzuki // The Veterinary Journal. – 2011. – Vol. 190. – №. 3. – P. 378-382.