Разработка тест-системы для генотипирования полиморфизма 4:28632407 A/G в гене BMP-2 у аквакультурной радужной форели

Геномные селекционные мероприятия в разведении радужной форели становятся доступнее с появлением последних достижений молекулярной генетики. Сложности, с которыми сталкивается аквакультура на сегодняшний день, заключаются в том, что программы геномной и маркер-ассоциированной селекций в разведении гидробионтов появились значительно позднее, чем аналогичные программы для наземных сельскохозяйственных животных. В существующих условиях актуальной задачей является разработка тест-систем для генотипирования радужной форели, которые позволят эффективно обогащать благоприятными полиморфизмами целевые популяции.

Целью данного исследования была разработка тест-системы на основании полиморфизма в перспективном гене BMP-2 и установление геномных ассоциаций между однонуклеотидным полиморфизмом (SNP) в нем и размерно-весовыми характеристиками рыб.

Материалы и методы. Материалом для исследования послужили особи радужной форели породы рофор (n=200), от которых были сняты следующие размерно-весовые показатели: масса рыбы, длина тела по Смиту, длина до конца чешуйчатого покрова, длина головы, высота и толщина тела.

Результаты. В результате исследования выявлено, что подавляющее большинство рыб являлось носителями гетерозиготного генотипа AG (98%), тогда как гомозиготный генотип AA полностью отсутствовал в выборке. Достоверных ассоциаций с размерно-весовыми показателями обнаружить не удалось, что, вероятно, связано с отсутствием генотипа АА в популяции. Тем не менее тест-система была успешно разработана и апробирована. Исследование влияния данного полиморфизма внесло свой вклад в знания о генетике радужной форели. Дальнейшее применение разработанной тест-системы в программах селекции радужной форели возможно после проведения дополнительных исследований для выявления хозяйствен но-полезных генетических ассоциаций на больших выборках особей.

1. Salem M. Genome-Wide Association Analysis With a 50K Transcribed Gene SNP-Chip Identifies QTL Affecting Muscle Yield in Rainbow Trout / M. Salem, R. Al-Tobasei et al. // Front Genet. – 2018. – Vol. 9: 387.

2. D'Ambrosio J. Genome-wide estimates of genetic diversity, inbreeding and effective size of experimental and commercial rainbow trout lines undergoing selective breeding / J. D'Ambrosio, F. Phocas, P. Haffray et al. // Genet Sel Evol. – 2019. – Vol.51. – №1: 26.

3. Al-Tobasei R. Genomic predictions for fillet yield and firmness in rainbow trout using reduced-density SNP panels / R. Al-Tobasei et al. // BMC Genomics. – 2021. – Vol. 22. – № 1: 92.

4. Leeds T. D. Response to five generations of selection for growth performance traits in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) / T. D. Leeds, R. L. Vallejo, G. M. Weber, D. Gonzalez Pena, J. T. Silverstein // Aquaculture. – 2016. – Vol. 465. – №1. – P. 341–351.

5. Lefevre F. Selection for muscle fat content and triploidy affect flesh quality in pan-size rainbow trout, Oncorhynchus mykiss / F. Lefevre, M. Cardinal et al.// Aquaculture. – 2015. – Vol. 448. – P. 569–577.

6. Boudry P. Current status and potential of genomic selection to improve selective breeding in the main aquaculture species of International Council for the Exploration of the Sea (ICES) member countries / P. Boudry, F. Allal // Aquaculture Reports. – 2021. – Vol. 20: 100700 p.

7. Sae-Lim P. Defining desired genetic gains for rainbow trout breeding objective using analytic hierarchy process / P. Sae-Lim, H. Komen et al. // J Anim Sci. – 2012. – Vol. 90. – № 6. – P. 1766–1776.

8. Ali A. Genome-Wide Association Study Identifies Genomic Loci Affecting Filet Firmness and Protein Content in Rainbow Trout / A. Ali, R. Al-Tobasei et al. // Front. Genet. – 2019. – Vol. 10: P. 386.

9. Gonzalez-Pena D. Genome-Wide Association Study for Identifying Loci that Affect Fillet Yield, Carcass, and Body Weight Traits in Rainbow Trout (Oncorhynchus mykiss) / D. Gonzalez-Pena, G. Gao et al. // Front Genet. – 2016. – Vol. 7: P. 203.

10. Никандров В. Я. Репродуктивный потенциал радужной форели Oncorhynchus mykiss и особенности его проявления / В. Я. Никандров, Н. И. Шиндавина, А. А. Зинченкo, Ю. Н. Лукина // Вопросы рыболовства. – 2024. – Vol.25. – № 2. – P. 105–110.

11. Bernard M. Development of a High-Density 665 K SNP Array for Rainbow Trout Genome-Wide Genotyping / M. Bernard, A. Dehaullon et al. // Front Genet. – 2022. – Vol. 13: 941340 p.

12. Yoshida G. M. Genome-Wide Association Study and Cost-Efficient Genomic Predictions for Growth and Fillet Yield in Nile Tilapia (Oreochromis niloticus) / G. M. Yoshida, J. P. Lhorente et al. // G3 (Bethesda). – 2019. – Vol. 9. – № 8. – P. 2597–2607.

13. Grafe I. TGF-β Family Signaling in Mesenchymal Differentiation / I. Grafe, S. Alexander // Cold Spring Harb Perspect Biol. – 2018. – Vol. 10. – №5: a022202.

14. Katagiri T. Bone Morphogenetic Proteins / T. Katagiri, T. Watabe // Cold Spring Harb Perspect Biol. – 2016. – Vol. 8. – №6: a021899.

15. Wu M. TGF-β and BMP signaling in osteoblast, skeletal development, and bone formation, homeostasis and disease / M. Wu, G. Chen, Y. P. Li // Bone Res. – 2016. – Vol.4: 16009.

16. Zhang Y. Genome-wide identification and structural analysis of the BMP gene family in Triplophysa dalaica / Y. Zhang, J. Yu et al. // BMC Genomics. – 2024. – Vol. 25. – №1: 194.

17. Halloran D. Bone Morphogenetic Protein-2 in Development and Bone Homeostasis / D. Halloran, H. W. Durbano, A. Nohe // J. Dev Biol. – 2020. – Vol. 8. – №3: 19.

18. Yang L. BMP2 increases hyperplasia and hypertrophy of bovine subcutaneous preadipocytes via BMP/SMAD signaling / L. Yang, W. Hao et al. // In Vitro Cell. Dev. Biol. - Animal. – 2022. – Vol. 58. – № 3. – P. 210–219.

19. Sivagurunathan U. Effects of dietary vitamin D3 levels on survival, mineralization, and skeletal development of gilthead seabream (Sparus aurata) larvae / U. Sivagurunathan, D. Dominguez et al. // Aquaculture. – 2022. – Vol. 560: 738505.

20. Song I. Effects of BMP-2 and vitamin D3 on the osteogenic differentiation of adipose stem cells / I. Song, B. S. Kim, C. S. Kim, Im G.I. // Biochem Biophys Res Commun. – 2011. – Vol. 408. – № 1. – P. 126–131.

21. Shahi M. Regulation of Bone Metabolism / M. Shahi, A. Peymani, M. Sahmani // Rep. Biochem. Mol. Biol. – 2017. – Vol. 5. – №2. – P. 73–82.

22. Paxton H. Regional variation in the microhardness and mineralization of vertebrae from brown and rainbow trout / H. Paxton, R. H. C. Bonser, K. Winwood // Journal of Fish Biology. – 2006. – Vol. 68. – P. 481–487.

23. Salazar V. S. BMP signalling in skeletal development, disease and repair / V. S. Salazar, L.W. Gamer, V. Rosen // Nat Rev Endocrinol. – 2016. – Vol. 12. – №4. – P. 203–221.

24. Щербаков Ю. С. Встречаемость аномалий у форели ропшинская золотистая / Ю. С. Щербаков, Н. В. Дементьева, В. П. Терлецкий, В. И. Тыщенко, В. М. Голод // Вестник КрасГАУ. – 2020. – № 11. – С. 145–151.

25. Berillis P. Factors that can lead to the development of skeletal deformities in fishes: A review / P. Berillis // J of Fisheries sciences. – 2015. – Vol. 9 – №3. – P. 17–23.

26. Reis Neto R.V. Genome-wide association analysis for body weight identifies candidate genes related to development and metabolism in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) / R. V. Reis Neto, G. M. Yoshida, J. P. Lhorente, J. M. Yanez // Mol Genet Genomics. – 2019. – Vol. 294. – №3. – P. 563–571.

27. Щербаков Ю. С. Анализ главных компонентов и сравнительная характеристика самок радужной форели трех разных пород / Ю. С. Щербаков, В. И. Тыщенко // Вестник КрасГАУ. – 2021. – Т. 8. – С. 113–118.

28. Terletskiy V. P. Selection of brood fish and accounting of height and weight parameters in rainbow trout of a new breeding form – Golden trout / V. P. Terletskiy, V. I. Tyshchenko, Y. S. Shcherbakov // Mezhdunarodny'j nauchno-issledovatel'skij zhurnal [International Research Journal]. – 2022. – № 8: P. 122.